qPCR绝对定量有两种方法：（1）先获得一个拷贝数已知的参照基因，再获得靶标基因与该参照的比值，然后根据已知值获得检测样本的确切数目，从这个角度看绝对定量就是借助了“拷贝数已知”这一外力的相对定量。1990年，Gilliland等就描述了这一原理。
荧光量子PCR——实时追踪分子变化的精密工具qPCR，全称为荧光定量聚合酶链反应，它是一种通过荧光信号实时监测PCR扩增过程的技术。相较于常规PCR，qPCR不仅关注最终产物，更关注每个循环中的动态过程。原理与实时监控在PCR反应体系中，荧光基团如SYBR Green I或TaqMan探针被巧妙应用。
在qPCR过程中，良好的扩增曲线和溶解曲线至关重要，如清晰的指数期拐点、稳定且逐渐上升的荧光信号，以及平行的扩增曲线，这些都是评估实验质量的关键指标。常见问题解答 - 普通PCR与qPCR的差异在于，qPCR实时监测，提高了定量的准确性与重复性。
荧光染料法和探针法是qPCR的两种常用方法。染料法，如SYBR Green，通过荧光信号在退火-延伸阶段释放，广泛应用于研究。而探针法，如Taqman探针，通过特定探针与模板DNA结合，提供了更高的精确度。在实验过程中，严谨操作是必不可少的。
高灵敏度：qPCR的检测灵敏度非常高，可以检测到极低浓度的核酸，有利于微量样本的检测和分析。高特异性：通过荧光探针或特异性染料等标记技术，qPCR可以实现高特异性检测，降低交叉污染和假阳性的风险。
病原体检测：qPCR技术可以检测出各种病原体的DNA或RNA，如病毒、细菌、真菌等，因此在临床医学中得到了广泛应用。基因表达分析：qPCR可以检测出基因的表达水平，从而研究基因的功能和调控机制，因此在生命科学研究中得到了广泛应用。
pcr原始数据包括原始图片，甚至还有荧光定量（qRT-PCR）的原始数据。还有的机构要求有溶解曲线，扩增曲线，没有经过任何修饰的免疫组化、免疫荧光图片。原始证物就是我们文章结果真实性的（证物）。
对于qPCR数据的分析主要是绝对定量和相对定量。QPCR的英文全名是Real-time Quantitative PCR Detecting System。即实时荧光定量核酸扩增检测系统。
在数据收集完毕后，frax的智能软件大显身手。它运用特殊算法，对数据进行正常化处理，巧妙地校正背景荧光的干扰，确保分析结果的准确性。这样，每一个实验结果都能被精准地定位在统一的分析域值水平上。
多数期刊都要求作者提供原始数据，如：Nature出版社的期刊是要求提供 WB 原始图片的（条带裁剪之前，或者不同曝光度）。pcr的CT值 每个模板的CT值与该模板的起始的拷贝数的对数是存在线性关系的，起始的拷贝数越大，CT值就越小。标准品按照一定的倍数稀释5-6个浓度左右，根据RT-PCR的反应条件进行反应。
原始数据（Raw data）：一次测序产生的全部原始数据。理论上，它们应该是没有经过任何过滤的，无论好坏。RawData 指未加工过的数据，即原原本本从磁盘上读入而未经过任何改动的数据。这个是自身就有的不需要你去处理它的。
从图中提取数据。Originlab中有一个Digitize功能。打开Originlab后在弹出对话框中选择目标图片（可选择图片格式有很多种）。QPCR至少有以下特点：所用仪器少，只用一台仪器。检测时间短，只须45分钟~1小时10分钟（试剂各异），而定性PCR须3~4小时，酶免终点定量须6~8小时，荧光终点定量须2~3小时。
非典起因是中华菊头蝠。2013年11月1日《科技日报》报道，中科院武汉病毒研究所石正丽研究团队分离到一株与SARS病毒高度同源的SARS样冠状病毒（SARS-like CoV），进一步证实中华菊头蝠是SARS病毒的源头。
非典来源于中华菊头蝠。2013年11月1日《科技日报》报道，中科院武汉病毒研究所石正丽研究团队分离到一株与SARS病毒高度同源的SARS样冠状病毒（SARS-like CoV），进一步证实中华菊头蝠是SARS病毒的源头。研究成果在线发表于《自然》杂志。
年非典事件源头是蝙蝠所携带的病毒，SARS病毒真正来源于一种哺乳类飞行动物，它叫中华菊头蝙。根据官方资料显示，2002年12月5日或6日的样子，在深圳打工的河源市人黄杏初感觉不舒服，就像是风寒感冒，于是到附近的诊所看病，这也是当年非典事件的最早发现了。
年非典事件源头是蝙蝠所携带的病毒，SARS病毒真正来源于一种哺乳类飞行动物，它叫中华菊头蝙。
1、绝对定量是通过样品的Cq值和标准曲线进行比较实现的。首先为了建立标准曲线，需要已知拷贝数浓度的标准品，对标准品进行5次以上的连续梯度稀释，将稀释的标准品进行实时荧光定量PCR扩增，最后根据各样品的拷贝数浓度及相应的Cq值绘制标准曲线，得到线性方程Cq= -klgX0+b，其中X0为起始模板量。
2、相对定量：是测定目的基因在两个或多个样本中的含量的相对比例，而不需要知道它们在每个样本中的拷贝数。
3、绝对定量 Y=-432X+3638；R2= 0.995， E=95%，所以可以进行数据分析。
4、定量研究一般是为了对特定研究对象的总体得出统计结果而进行的。定性研究具有探索性、诊断性和预测性等特点，它并不追求精确的结论，而只是了解问题之所在，摸清情况，得出感性认识。定性研究的主要方法包括： 与几个人面谈的小组访问，要求详细回答的深度访问，以及各种投影技术等。在定量研究中，信息都是用某种数字来表示的。
5、每mol的微粒数）是02e+23/mol。那么每2μl的绝对模板数量是：=14e+10所以，10-4~10-7质粒的模板分子数是14e+6~3。简单的说：每ul质粒拷贝数=（质量/分子量）x（0e+23）=[质粒浓度（ng/ul）x1ul]x10-9/[（质粒分子量+插入片段分子量）x660]x（0e+23个/mol）。
任意qRT-PCR实验的可靠性均可以通过在实验中引入一个不变的内参对照得到改善，这样做有助于改善qRT-PCR的样品间差异以及样品定量过程中的误差。一个好的对照，其表达水平应当在所分析的样品中保持不变。通常我们使用18S rRNA作为对照，因为它相比其他传统内参对照如-actin或GAPDH等表达水平变化更小。
通过抑制一种基本成分延迟DNA合成，直到PCR 仪达到变性温度。最常用的是热启动DNA 聚合酶，常温时该酶活性被抑制，94-95℃加热数分钟后回复正常活力开始反应，这样可以避免起始循环温度下的非特异性扩增，大大提高了PCR反应的灵敏度及特异性。
扩增效率差有引物、试剂和pcr条件的原因。可以做温度梯度摸索实验，寻找最佳退火温度（扩增子的影响），还可以增加mg离子的浓度，如果其他条件都好了，还不行，那就是引物的原因。
PCR反应体系不是最优体系。尽量不要自己配置反应液，最好用试剂公司配好的MIX。PCR模板由阻碍物（比如total RNA）。必须要重新提取模板 标准品稀释不准确造成标曲斜率不正确。这个就需要你经常练习手法啦~如果上述调整过后还是很低则考虑重新设计引物的问题。
主要考虑是否在模板稀释过程中出现问题，是否存在高浓度样品污染低浓度样品的情况。具体的要看了你的扩增曲线、溶解曲线以及标准曲线的结果才能判断。其次题主提到的两个问题模板浓度过高会抑制PCR反应，可能会导致扩增效率降低。
影响pcr扩增效率的因素主要考虑是否在模板稀释过程中出现问题，是否存在高浓度样品污染低浓度样品的情况。具体的要看了你的扩增曲线、溶解曲线以及标准曲线的结果才能判断。
学习做Realtime PCR， 实验结果是出来了，得到的内参、目的基因的Ct 值在15-25 之间，熔 融曲线基本上也是单峰，但不太会处理这个结果，对着数据发愁.不同的处理方法得到不 同的结果. 做的是相对定量，SYBR Green， 选用2^（-△ △ Ct）法 内参基因：对照。
新版的软件都叫Cq值，不叫Ct值了，不必理会。Ct值15－25是最好，10－30之间也接受。如果超过30了，得看一下复孔是否一致，如果一致，也接受。如果不一致，基本就是废的。